Товароведная характеристика и экспертиза вареной колбасы Докторской, реализуемой в магазинах города Кирова

Для колориметрического определения pH можно использовать универсальный индикатор, состоящий из смеси индикаторов, охватывающих зону перехода окраски в области pH от 3,0 до 11,0.

Порядок выполнения работы: 1 мл испытуемого раствора колбасного фарша мы вносили в фарфоровую чашку и добавляли 3-5 капель универсального индикатора (0,1 г метилового красного, 0,2 г бромтимолового синего, 0,4 г фенолфталеина растворили в этаноле в мерной колбе вместимостью 500 мл). Появившуюся окраску сравнивали с данными таблицы 1, в которой приводится окраска индикатора в зависимости от величины pH.

                                                       Таблица №1.

    

РН Цвет РН Цвет

4,0 Красный 7,5 Зеленый

4,5 Оранжево-красный 8,0 Зелено-синий

5,0 Оранжевый 8,5 Синий

5,5 Оранжево-желтый 9,0 Серо-фиолетовый

6,0 Желтый 9,5 Сине-фиолетовый

6,5 Лимонно-желтый 10,0 Фиолетовый

7,0 Желто-зеленый 10,5 Красно-фиолетовый

 

        Определение  водосвязывающей способности колбасного фарша методом прессования.  Метод основан на выделении воды испытуемым образцом при легком его прессовании, сорбции выделяющейся воды фильтровальной бумагой и определении количества отделившейся влаги по размеру площади пятна, оставляемого ею на фильтровальной бумаге. Достоверность результатов обеспечивается трехкратной повторностью определений.       

Для определения водосвязывающей способности навеску взвешивали на торзионных весах, что значительно сократило продолжительность взвешивания при сохранении достаточной точности.

Порядок выполнения работы: навеску колбасного фарша (0,3 г) взвешивали на торзионных весах на кружке из полиэтилена диаметром 15-20 мм (диаметр кружка равен диаметру чашки весов), после чего ее перенесли на беззольный фильтр, помещенный на стеклянную пластинку так, чтобы навеска оказалась под кружком.

Сверху навеску накрыли такой же пластинкой, как и нижняя, установили на нее груз массой 1 кг и выдерживали 10 мин. После этого фильтр с навеской освободили от груза и нижней пластинки, а затем карандашом очертили контур пятна вокруг спрессованного мяса.

Внешний контур вырисовался при высыхании фильтровальной бумаги на воздухе.

Площади пятен, образованных спрессованным мясом и адсорбированной влагой, измерили планиметром.

Размер влажного пятна (внешнего) вычислили по разности между общей площадью и площадью пятна, образованного мясом. Экспериментально установлено, что 1кв.см площади влажного пятна фильтра соответствует 8,4 мл воды.

Содержание связанной влаги вычислили по формулам:

Х1= (А – 8,4Б)100/m0,

Х2=(А – 8,4Б)100/А,

Где Х1 - содержание связанной влаги, % к мясу; А – общее содержание влаги в навеске, мг; Б – площадь влажного пятна, кв. см; m0 – масса навески мяса, мг;

Х2 – содержание связанной влаги, % к общей влаге.

           2.2.3 Микробиологические методы исследования.          

С помощью методов микробиологического исследования определяют:

·        Общее количество микробов;

·        Наличие бактерий группы кишечной палочки;

·        Наличие бактерий из рода сальмонелл;

·        Наличие бактерий группы протея;

·        Наличие коагулазоположительных стафилококков;

·        Наличие клостридий перфрингенс (сульфит-восстановителей).

Отбор точечных проб для бактериологического анализа проводили по ГОСТ 9792-73.

Пробы хранили при температуре 6-8° С. Анализ проводили не позднее   4 ч с момента отбора проб.

     Подготовка проб.  Объединенную пробу массой 50 г  составили из точечных проб следующим образом:

1. Колбасные изделия в оболочке поместили в  эмалированную тарелку,

тщательно протерли ватным тампоном, смоченным спиртом, и дважды обожгли над пламенем (спирт этиловый ректификованный по ГОСТ 5962 – 67).

2. Затем батоны разрезали продольно  стерильным (фламбированным) ножом на две половинки, не рассекая оболочки противоположной стороны батона. Пробу отобрали из нескольких участков центральной части и из-под оболочки обеих половинок батона.

3.  Из объединенной пробы каждого  образца брали в стерильную  посуду

(пергамент) навеску массой 20 г с погрешностью, не превышающей 0,1 г.

4.  Навеску поместили в стерильную  колбу гомогенизатора для

приготовления испытуемой взвеси. Для этого в колбу добавляют 0,1% раствор стерильной пептонной воды в четырехкратном количестве и гомогенизировали в электрическом смесителе; вначале измельчали материал на кусочки замедленной скоростью вращения ножей, затем при 15000 – 20000 оборотов в минуту в течение 2,5 минут.

Для посевов на питательные среды стерильной градуированной пипеткой отбирали взвесь после 15 минут выдержки при комнатной температуре.  1 куб. см приготовленной испытуемой взвеси содержит 0,2 г продукта.

     Определение общего  количества микробов в 1 г продукта. Сущность метода заключается в способности мезофильных аэробов и факультативных анаэробов расти на питательном агаре при температуре 37 + 5°С с образованием колоний, видимых при пятикратном увеличении.                 

Питательный агар (МПА) расплавляли на водяной бане и охлаждали до температуры 45° С.

Стерильные чашки Петри раскладывали на столе, подписали наименование анализируемого продукта, дату посева и количество посеянного продукта.

Из каждой пробы должно быть сделано не менее двух посевов, различных по объему и взятых с таким расчетом, чтобы на чашках выросло от 30 до 300 колоний. При этом на одну чашку Петри провели посев 0,1 г, а на другую – 0,01г продукта.

Для посева 0,1 г продукта готовили первое десятикратное разведение продукта испытуемой взвеси, перенесли ее в пробирку с 5 куб. см стерильного физиологического раствора, не прикасаясь к стенкам пробирки, чтобы избежать смывания бактерий с наружной стороны. 1 куб. см полученного раствора содержит 0,1 г испытуемого продукта.

Другой стерильной пипеткой тщательно перемешали содержимое пробирки продуванием, отобрали 1 куб. см полученного раствора  и перенесли в стерильную чашку Петри, слегка приоткрывая крышку.

Для посева 0,01 г продукта приготовили следующее разведение:

Другой стерильной пипеткой тщательно перемешали содержимое пробирки продуванием, отбирают 1 куб. см и перенесли в пробирку с 9 куб. см стерильного физиологического раствора. 1 куб. см испытуемого раствора вторичного разведения содержит 0,01 г испытуемого продукта. 1 куб. см этого раствора перенесли в стерильную чашку Петри, как описано выше. При необходимости таким же образом готовили последующие разведения.

После внесения разведения анализируемой взвеси в чашке Петри чашку залили 12-15 куб. см расплавленного и охлажденного питательного агара при фламбировании краев пробирки или бутылки, где он содержится. Быстро смешивали с мясопептонным питательным агаром, осторожно наклоняя или вращая чашку по поверхности стола. Необходимо избегать образования пузырьков воздуха, незалитых участков дна чашки,  попадания среды на края и крышку чашки. Для того, чтобы помешать развитию на поверхности спорообразующих микробов и бактерий группы протея в Н-форме, допускают наслоение расплавленного и охлажденного до температуры 45-50°С холодного агара толщиной 3-4 мм.

После застывания агара, чашки Петри переворачивали и помещали в термостат в температурой 37° С на 48 часов. Через 48 часов подсчитывали общее число колоний бактерий, выросших на чашках. Колонии, выросшие на поверхности, а также в глубине агара, подсчитывали с помощью лупы с пятикратным увеличением или специальным прибором с лупой. Для этого чашку клали вверх дном на черный фон и каждую колонию отмечали со стороны дна тушью или чернилами для стекла.

Для определения общего количества микробов в 1 г продукта подсчитанное количество колоний умножали на степень разведения анализируемого продукта. За окончательный результат определения количества бактерий в 1 г анализируемого

продукта принимали среднее арифметическое результатов подсчета двух чашек разной массы продукта.

     Определение бактерий  группы кишечной палочки в 1 г  продукта.

Сущность метода заключается в способности бактерий группы кишечной палочки расщеплять глюкозу и лактозу. При этом в средах «ХБ», Хейфеца и КОДА образуются кислые продукты, меняющие цвет индикаторов, а в среде «Кеслер» в поплавке образуется газ вследствие расщепления глюкозы.                

Цель определения этой группы бактерий – проверка соблюдения режима при варке колбас.

При микробиологическом контроле колбасных изделий в производственных лабораториях можно ограничиваться обнаружением бактерий из группы кишечной палочки без их биохимической идентификации.

В пробирки, содержащие по 5 куб. см среды «ХБ», среды Хейфеца двойной концентрации или среды КОДА, вносили по 5 куб. см испытуемой взвеси стерильной пипеткой вместимостью 5-10 куб. см с широким концом.

Допускается применение среды Кеслер по 10 куб. см.

Пробирки со средами «ХБ», Кеслер, Хейфеца и КОДА поместили в термостат с температурой 37° С на 18–20 часов.

При росте бактерий группы кишечной палочки среды «ХБ» и КОДА окрашивалась в желтый цвет, среда Хейфеца приобретала также желтый цвет, который может меняться до салатно-зеленого, на среде Кеслер в поплавке образуется газ.

Для окончательного заключения о присутствии в продукте бактерий группы кишечной палочки проводили высев со среды Кеслер (забродившие пробирки) или Хейфеца (изменившие цвета среды) в чашки Петри со средой Эндо или Плоскирева, или Левина. Чашки Петри помещали в термостат с температурой 37° С. Через 18-20 часов посевы просматривали. На среде Эндо бактерии группы кишечной палочки образуют темно-красные колонии с металлическим блеском или розово-красные без блеска, на среде Плоскирева – кирпично-красные с глянцевой поверхностью, на среде Левина – темно-фиолетовые колонии или фиолетово-черные блестящие. Из подозреваемых колоний готовили мазки, которые окрашивали по Граму.

Специфическое изменение среды «ХБ» и КОДА не требует дальнейшего подтверждения.

При заведомо высокой обсемененности анализируемый продукт массой не более 0,25 г помещали в пустую пробирку, в которую закладывали комочек стерильной фильтрованной бумаги размером 5 ´ 5 см, и стерильной стеклянной палочкой или фламбированной проволокой подталкивали материал до дна (не уплотняя), в пробирку наливали среду «ХБ», КОДА или Хейфеца (нормальной концентрации), заполняя ее на 3\4 высоты пробирки. Пробирки помещали в термостат с температурой 37° С. на 8-10 часов. При росте бактерий группы кишечной палочки на среде Хейфеца среда изменяет свой цвет из красно-фиолетового в желтый, который затем может меняться до салатно-зеленого.

Обнаружение грамотрицательных палочек, специфически изменяющих цвет жидких дифференциально-диагностических сред и образующих характерные колонии на элективных средах с лактозой, указывает на наличие бактерий группы кишечной палочки.

     Определение бактерий  из рода сальмонелл в 25 г продукта. Сущность метода заключается в определении характерного роста сальмонелл на элективных средах и установлении биохимических и серологических.             

Навеску продукта массой 25 г от объединенной пробы вносили во флакон Сокслета, содержащий 100 куб. см среды обогащения (Мюллера, Кауфмана, хлористомагниевой среды М). Жидкость во флаконе должна подняться до метки 125куб. см. Флаконы тщательно встряхивали и помещали в термостат с температурой 37° С. Через 16-24 ч после тщательного перемешивания с помощью бактериологической петли (диаметр 0,4 – 0,5 мм) или пастеровской пипетки проводили посев из среды обогащения в чашки Петри с предварительно подсушенной средой Эндо, БФА, Плоскирева, Левина или висмут-сульфит-агар (по выбору). Чашки с посевами помещали в термостат с температурой 37° С; посевы просматривали через 16-18 часов.

На среде Эндо бактерии из рода сальмонелл образуют бесцветные или с розовым оттенком колонии.

На среде БФА сальмонеллы образуют крупные, гладкие, красноватого оттенка прозрачные колонии (колонии сальмонеллы тифи суис, как и на среде Эндо –мелкие). Бактерии группы кишечной палочки образуют колонии желто-зеленоватого цвета. Бактерии группы протея дают рост через 72 часа.

На среде Плоскирева сальмонеллы растут в виде бесцветных колоний, но колонии более плотные и несколько меньшего размера, чем на среде Эндо.

На среде Левина сальмонеллы растут в виде прозрачных, бледных нежно-розовых или розовато-фиолетовых колоний.

На висмут сульфитном агаре сальмонеллы растут в виде черных или коричневых колоний с характерным металлическим блеском. При том наблюдается прокрашивание в черный цвет участка среды под колонией. Исключение составляют некоторые серологические типы из группы С, которые на этой среде растут в виде нежных светло-зеленых или серовато-зеленых колоний.

Изолированные колонии, характерные для бактерий из рода сальмонелл, пересевали на трехсахарный агар Крумвиде-Олькеницкого в модификации Ковальчука штрихом по скошенной поверхности и уколом в столбик. Посевы помещали на 12-16 часов в термостат с температурой 37° С.

При росте бактерий из рода сальмонелл цвет скошенной поверхности среды Крумвиде-Олькеницкого в модификации Ковальчука – розовый, столбик – желто-бурый; газообразование устанавливают по наличию трещин и разрыву столбика агара, сероводородообразующие – вызывают потемнение столбика.